植物多糖研究论文范文2篇
来源：期刊VIP网 时间：
篇(1)
电离辐射可引起放射病，它是机体的全身性反应，几乎所有器官、系统均发生病理改变，但其中以神经系统、造血器官和消化系统的改变最为明显。本篇论文研究天然植物多糖在抵抗电离辐射保护人体中的作用，植物多糖作为一种天然植物体内存在的重要物质，除提供生物体生长必备的能量外，还具有保护DNA、增强机体免疫力、抗肿瘤、抗菌、抗病毒、抗炎症、清除自由基、抗氧化、延缓衰老等多种重要的生理活性。
推荐期刊：《中国辐射卫生》是卫生部主管并由中华预防医学会与山东省医学科学院放射医学研究所共同主办的国家级杂志，是由中华预防医学会系列杂志之一。语 言：中文，主管单位：卫生部、山东省医学科学院，主办单位：山东省医学科学院放射医学研究所、中华预防医学会。
关键词：多糖 电离辐射 辐射防护作用
随着科学技术的不断发展，人体越来越频繁的接触X射线、α射线、β射线、γ射线、中子射线等各类电离射线，而由此造成的生物体电离辐射损伤也愈演愈烈。为减小电离辐射的损害，人们先后对黄酮、多酚等天然植物活性物质的抗辐射功效进行了研究，而植物多糖作为天然植物体内存在的最广泛的活性物质，不但能够为植物生长发育提供必备的能量支持，更由于其特有的抗辐射生理活性，使其成为现阶段天然辐射防护物质的研究热点。
1 电离辐射损伤的特点及危害
辐射是以电磁波向外传递能量的的一种方式。一般来说，电离辐射线主要通过直接及间接两种方式对人机体造成损伤。直接电离辐射损伤主要表现为电离射线直接攻击生物体内蛋白质、DNA等生物大分子，从而直接造成细胞损伤[1];而间接电离辐射损伤主要是由生物体内水分子激发后产生的·OH、 O2-、H2O2、NO等自由基分子所造成的，其能与机体的生物大分子相互作用，从而引起生物大分子的结构与功能的改变[2]。
不论是直接损伤还是间结损伤，电离辐射均对生物体的健康造成一系列严重的影响，主要表现为损伤机体DNA、损伤免疫系统、造血系统损伤及产生自由基、造成机体衰老等。
2 天然植物多糖抗辐射损伤研究进展
2.1 保护DNA
DNA作为机体内最重要的生物大分子，极易受到电离射线的伤害。不论是电离射线的直接作用还是间接作用，其均能够导致DNA分子化学键、分子键断裂，继而造成严重的放射生物学效应。因此，保护DNA是电离辐射防护中最为重要的一环。
陈奕冰等通过研究葛花多糖对X射线照射小鼠的影响，发现与照射对照组相比，高剂量葛花多糖照射组小鼠骨髓DNA含量明显升高，说明葛花多糖能够通过回复修复等机制来促进DNA损伤修复，从而保起到保护细胞的作用[3]。Subramanian M等研究发现取自圣罗勒属和青牛胆属植物的两种多糖可抑制辐射诱导的质粒DNA的损伤，还可清楚机体内的活性氧自由基，进而阻止小鼠脾细胞辐射辐照后的细胞死亡[4]。此外，现有研究还发现，地衣多糖、红毛五加多糖等均能够显著提高受辐射小鼠存活率，显著提高细胞DNA、RNA含量。即说明植物活性多糖在生物体内能够对电离辐射引起的DNA损伤起到一定的修复和缓解作用。
2.2 保护免疫系统
免疫系统对电离辐射极其敏感，当机体经受电离辐射时，极易出现免疫细胞减少或凋亡，免疫系统失常等不良影响，继而极易已发相关免疫并发症。研究表明，植物多糖类活性物质能够有效的缓解电离辐射引起的免疫系统应激反应，显著改善强机体的非特异免疫及特异性免疫机能。
宋雨鸿通过对喂食丹参多糖的小鼠进行辐射处理发现，丹参多糖不仅能直接保肝降酶，且对肝损伤后小鼠的免疫功能能够起到调节作用，通过免疫功能的调控进一步发挥保肝降酶作用，此外，通过体外实验还说明丹参多糖对淋巴细胞有较强的增殖作用，且能够促进相关细胞因子表达及分泌[5]。于永超等研究发现，西洋参多糖能够显著增强辐射小鼠的T淋巴细胞增殖能力和迟发型变态反应，对巨噬细胞的吞噬功能和小鼠碳粒廓清指数也具有一定的提高作用，同时能够显著增强辐射小鼠的血清SOD活性，从而说明，西洋参多糖能够通过减轻氧化应激对免疫系统的损伤来恢复受辐射小鼠的免疫功能[6]。Lin-Na Liu等采用唐古特大黄多糖饲喂小鼠并采用γ射线辐射，发现与空白组相比，唐古特大黄多糖饲喂组小鼠脾脏指数、胸腺指数、碳廓清指数、巨噬细胞吞噬功能、淋巴细胞增殖能力、血清溶血素生成值以及NK细胞活性均有显着升高[7]。此外，现有研究发现青稞多糖、当归多糖等活性多糖均可显著提高免疫细胞对辐射的抗性，促进辐射损伤细胞的恢复和修复。
2.3 保护造血系统
造血系统是又一对电离辐射高敏感的生理系统。造血干细胞和骨髓幼稚细胞是电离辐射攻击的主要靶点，电离辐射对造血系统的损伤可引起造血微循环障碍，减少外周血白细胞，继而引起生物体出血、感染、发炎等一些综合症。而植物多糖能够促进造血细胞的分化和增值，从而改善造血微循环，促进造血系统的恢复，继而提高集体的辐射防护能力。
胡名柏等研究发现猪苓多糖能够显著促进60Co射线辐照小鼠的免疫系统和造血系统损伤的恢复，主要表现在可促进造血细胞的增值和分化，提高外周血白细胞、骨髓有核细胞、NK细胞的的活性及脾指数[8]。Zhang HQ等研究发现螺旋藻多糖能够显著提高60Co射线辐照小鼠和狗有核细胞和骨髓的DNA的水平，且能显著提高血液中增加红细胞，白细胞的水平[9]。何晓莉等通过对4Gy剂量辐照小鼠喂食当归多糖研究发现，喂食2mg/kg和8mg/kg当归多糖组均能显著提高外周血WBC、RBC、PLT及BMNC计数，且可增加骨髓腔内造血细胞数量，降低G0/G1期细胞比例以及细胞凋亡率[10]。现有研究还发现猪苓多糖、半叶马尾藻多糖等均对辐射小鼠的骨髓有核细胞数、白细胞数、脾指数和胸腺指数等具有一定的保护和修复作用，即其能够对辐射损伤的造血系统起到一定的修复和恢复作用。
2.4 抗氧化作用
电离射线可激发生物体内水分子电离产生·OH、O2-、H2O2、NO等自由基分子，而过量的自由基不仅能够与机体的生物大分子作用，从而利用其具有的强氧化性活泼自由基能引起生物大分子的结构与功能的改变，更能够减低生物体内内SOD、GSH-Px、CAT等生物酶类活性，从而诱导产生高浓度的脂质过氧化物，对机体细胞的正常生理功能造成影响。
研究发现，植物多糖能够有效清除生物体的过量自由基，从而对生物体的生理健康产生积极影响。江雪等研究发现紫甘薯多糖可显著提高辐照小鼠血清中SOD、CAT活性，对抗辐照小鼠肝、肾组织中抗氧化酶SOD、GSH-Px和CAT的抑制作用，并可显著降低其中MDA的含量，即紫甘薯多糖可够清除小鼠体内能够因辐射过氧化反应产生的自由基，从而对机体的抗氧化酶起到一定的保护作用[11]。Renjie Xua等研究发现从茶树花中提取的多糖组分具有显著的抗氧化和抗肿瘤细胞生长的活性，其能显著防止血清谷丙转氨酶和谷草转氨酶水平的提高，降低丙二醛的形成[12]。此外，玉米花粉多糖、沙枣多糖、枸杞多糖、芦荟多糖等均能够显著降低辐射引起的氧化损伤，提高机体SOD、GSH-Px活力，降低组织中 MDA含量，抑制脂质过氧化反应进行。
2.5 其他防护作用
作为植物体内最为重要的一种活性大分子物质，植物多糖还具有明显的抗衰老、抗炎、抗病毒、抗肿瘤等一系列生理作用。例如紫菜多糖、三七多糖、笃斯越桔多糖等均作为本领域研究较为热点的天然活性多糖，其均具有较好的防辐射、抗衰老、抗炎、抗病毒、抗肿瘤等优良的生理活性。
3 总结及展望
随着社会的发展和进步，人类接触电离射线的机会越来越多，对电离辐射损伤的防护和修复也越来越引起人类的重视。相比于合成类化学防护剂，以植物多糖为代表的天然辐射防护剂具有低毒性、天然性、人体适应性好、不良反应少、价格低廉等多种优点。现阶段研究发现，植物多糖能够减少电离辐射对DNA造成的直接或间接损伤，且可通过对造血系统和免疫系统的保护，减少造血干细胞和淋巴细胞的损伤，进而改善和修复机体造血微环境和免疫系统的辐射损伤，此外，植物多糖还具有抗氧化、抗衰老、抗炎、抗病毒等多种生物活性作用。虽然，对于天然植物多糖的生物活性和抗辐射活性研究较为广泛，但是，对于植物多糖的构造及其抗辐射活性靶点、活性机制等研究还较少。因此，若想进一步植物多糖的利用率，研制有特异电离辐射防护功能的植物多糖类高效辐射防护剂，仍需要在接下来对植物多糖进行更为深入的研究和探索。
篇(2)
〔摘要〕 目的 观察不同浓度的枸杞多糖(lycium barbarum polysaccharide， LBP)对体外高糖环境下培养的人视网膜血管内皮细胞(human retinal capillary endothelial cells， HRCEC)增殖及血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor， VEGF)表达的影响。方法 获取人眼球摘除术后的HRCEC，予以体外培养，选取最佳状态的3～4代细胞;CCK8法检测在不同浓度LBP体外高糖环境下分别作用12、24、36 h后HRCEC的增殖情况;Western blot法检测各组HRCEC的VEGF表达情况。结果 同一时间组间比较，高糖组HRCEC活性及VEGF的表达量均高于低糖组(P<0.05);不同浓度LBP实验组HRCEC活性及VEGF表达量均明显低于高糖组(P<0.05)，80 μg/mL LBP组HRCEC活性及VEGF表达低于20 μg/mL LBP实验组与40 μg/mL LBP实验组(P<0.05);各实验组在干预36 h时， HRCEC活性及VEGF表达低于干预12 h与24 h(P<0.05)。结论 LBP能抑制高糖环境下HRCEC的增殖并下调VEGF的表达，并与LBP浓度和作用时间正相关。
〔关键词〕 枸杞多糖;人视网膜血管内皮细胞;血管内皮生长因子;高糖;新生血管
糖尿病視网膜病变(diabetic retinopathy， DR)发病率逐渐升高，世界范围内的糖尿病患者中，DR患病率约34%[1]，DR早期症状隐匿，极易导致失明[2]。DR发生的主要原因是视网膜缺血缺氧，血管内皮细胞增殖，VEGF高表达，最终视网膜新生血管(retinal neovascularization， RNV)形成，DR的主要并发症是视网膜出血与黄斑水肿(diabetic macular edema， DME)。玻璃体腔注射抗VEGF药物虽然是DR并发黄斑水肿的一线治疗方法[3]，但抗VEGF药物(雷珠单抗、贝伐单抗、阿柏西普、康柏西普等)价格昂贵、作用时间短[4]。寻求价格低廉、安全有效的抗VEGF药物成为目前DR研究的热点。枸杞多糖(lycium barbarum polysaccharide， LBP)是一种天然水溶性多糖，药理作用广泛。LBP可以降低DM小鼠的视网膜炎症反应、氧化应激反应及血管新生[5]，LBP还可以抑制VEGF、Ang及其受体在DM小鼠视网膜中的表达，具有治疗DR的作用。既往虽然较多关于LBP在糖尿病、血管内皮细胞等方面的研究，但尚未发现在人视网膜血管内皮细胞(human retinal capillary endothelial cells， HRCEC)的相关研究，本文基于LBP对小鼠糖尿病VEGF抑制作用的基础上，研究了LBP对高糖环境下HRCEC及VEGF的影响，期望为研发防治DR新药物提供基础研究。
1 材料与方法
1.1 实验材料
1.1.1 主要试剂 胎牛血清(Gibco公司，货号04-001-1ACS);LBP(陜西康盛生物技术有限公司，KS118，纯度35%);兔抗人VEGF 抗体(博奥森公司，货号bs-0279R);β-actin(Mouse)、HRP goat anti-mouse IgG、HRP goat anti-rabbit IgG(美国proteintech公司，货号依次为：66009-1-Ig、SA00001-1、SA00001-2);高糖培养基(SIGMA公司，货号D5796);蛋白预染Marker(Thermo公司);SuperECL Plus超敏发光液(美国Advansta公司，货号K-12045-D50);胰酶消化液、RIPA裂解液(中国上海碧云天生物有限公司，货号C0201、P0013B);显影液、定影液(中国上海佳信公司，BW-61、BW-62);蛋白裂解液(中国上海碧云天公司，货号P0013B);TEMED(中国上海阿拉丁公司，T105497);SDS(中国大连美伦公司，货号MB2479);第Ⅷ因子相关抗原抗体(Abcam公司)。
1.1.2 LBP溶液的配制 LBP母液配置：称取35%含量LBP 10 mg，加入10 mL DMEM高糖培养基稀释，摇匀、溶解，500 r/min离心5 min，双层0.22 μm微孔滤膜过滤细菌及沉淀，并密封分装，4 ℃保存。此时母液配置完成，含量为1 mg/mL。配置实验LBP浓度，移取母液200 μL置于15 mL离心管中，加入DMEM高糖培养基至10 mL，反复摇匀，配置成20 ?滋g/mL LBP，做好标记，置于4 ℃冰箱保存。
1.2 实验方法
1.2.1 HRCEC的培养 在南华大学第二附属医院手术室选取角膜移植手术后余下的眼球，庆大霉素注射液浸泡30 min，分离视网膜神经上皮层，常温下2%胰蛋白酶消化，过滤，加入20%小牛血清培养液停止消化，1 200 r/min离心8 min，去除上清液，在离心管内加入10% Gibico FBS+1%双抗的DMEM培养基吹打混匀，接种于含有10% Gibico FBS+1%双抗的DMEM培养基，再置入37 ℃、5% CO2培养箱培养。待细胞铺满整个培养皿底部约80%时进行传代。
1.2.2 HRCEC鉴定 (1)细胞爬片;(2)固定：PBST洗涕，加入4%PFA(多聚甲醛)，4 ℃细胞培养箱30 min固定;(3)按照Western blot实验步骤进行破膜封闭、一抗孵育、二抗孵育;(4)包埋：抽取已二抗孵育好的细胞爬片，PBST缓冲液清洗，滴取1滴Fluoromount-G后盖玻片再盖上;(5)阳性染色镜检示：经过山羊抗小鼠IgG二抗橙红色DyLight594荧光标记。显微镜下观察并采集图像。
1.2.3 实验分组 取对数生长的细胞进行分组：(1)AL组：低糖对照组(低糖+细胞);(2)AG组：高糖对照组(高糖+细胞);(3)A1组：20 μg/mL LBP实验组;(4)A2组：40 μg/mL LBP实验组;(5)A3组：80 μg/mL LBP实验组。其中低糖浓度为1 g/L，高糖浓度为4.5 g/L;实验组为不同浓度LBP+高糖培养基+细胞。
1.2.4 CCK8法行细胞增殖活性的检测 取对数生长期的细胞，消化计数，以5×103个细胞/孔密度接种于96孔板内，每孔100 μL。各组均设5个复孔，培养贴壁，每孔加入10 μL/孔的CCK8，用完全培养基配置CCK8溶液，去除含药培养基每孔加入100 μL含有CCK8的培养基。37 ℃，5% CO2继续孵育4 h后于Bio-Tek酶标仪测定450 nm处吸光度(OD)值，测定各组HRCEC的增殖活性。
增殖抑制率=(高糖对照组OD值-药物干预组OD值)/高糖对照组OD值×100%
1.2.5 Western blot 蛋白检测 (1)PBS洗涤细胞，3 000 r/min离心2 min，加入120 μL RIPA裂解液，超声破碎1.5 min;冰上裂解;4 ℃，12 000 r/min离心15 min;取上清液。按照BCA法，测定550nm之间波长的吸光值，根据标准曲线计算蛋白浓度。(2)样品准备：取80 μL蛋白上清，加入20 μL 5*loading buffer混匀，沸水煮5 min，放入冰盒中速冷备用。(3)电泳：点入marker 2 μL，其它按照分组顺序每孔上样15 μL已变性蛋白。恒定电压75 V，130 min。(4)转膜：分别切胶VEGF(24kD)，β-actin(42kD);300 mA恒定电流转膜，VEGF约39 min，β-actin 约60 min。(5)封闭：用1*PBST配制5%脱脂奶粉，室温封闭60 min，4 ℃过夜，次日室温放置30 min。(6)一抗孵育：加入一抗(Rabbit Anti-VEGF antibody (bs-0279R)，1∶1 000;Mouse anti-β-actin antibody(66009-1-Ig)1∶5 000，室温孵育90 min;1*PBST洗3次，每次15min。(7)二抗孵育：加入二抗(HRPgoatanti-mouse IgG，SA00001-1，1∶5 000;HRPgoat anti-rabbit IgG，SA00001-2，1∶6 000)温孵育90 min后1*PBST洗3次，每次10 min。(8)显色/曝光：化学发光法(chemiluminescence， ECL)显色曝光，显影冲洗，Image lab软件分析灰度值。
推荐阅读：医药界医生评职称论文投稿